CRISPR-Cas9联手肿瘤细胞培养

 肿瘤细胞用RNA指导的CRISPR-Cas9系统能够的切割掉特定位置的DNA，避免了传统RNAi技术中出现的不能*敲除既定基因或者脱靶效应问题。利用该项技术，不仅能够实现*敲除细胞既定基因的目的，还能够随意改变细胞核苷酸的序列，甚至能够编辑原代鼠源细胞的基因组。因此，利用CRISPR-Cas9系统靶向敲除原代人源细胞特定基因，为人类多种疾病中某个或者多个基因功能的研究，进一步确定致病的分子机制提供了一个十分强大的研究途径。然而，由于原代上皮细胞自身具有较低的转染效率，而用传统方法分离得到的原代细胞本身细胞数量就比较少，因此经过CRISPR-Cas9系统有效编辑的细胞得率就更低，如何使得到的目的细胞传代增殖从而得到大量该类细胞，是该项技术将来研究基因功能和疾病临床治疗中广泛应用的关键。
   细胞条件重编程（CR）技术能够使上皮细胞在不改变任何基因型，保留上皮细胞*性状的前提下使其突破生命的极限，实现原代上皮细胞在体外持续传代培养的目的。
   发表在Gene Therapy上的一篇研究就将CRISPR-Cas9和CR的结合在一起。该研究团队利用慢病毒转染策略解释了CRISPR-Cas9的工作机制。该慢病毒载体同时表达sgRNA，Cas-9核酸酶以及嘌呤霉素。gRNA直接靶向结合MUC18起始密码子下游的Cas9，靶向结合该位点会激活异源末端结合的双链断裂修复机制，该机制会导致阅读框密码子的随机插入和删除，从而实现“敲除”功能性MUC18蛋白的目的；再将经过慢病毒载体转染的细胞接种在具有嘌呤霉素抗性的滋养层细胞上筛选成功编辑的细胞。*个供体细胞接种密度为1-3.2x104/100mm，前后经过39天的时间完成了该项筛选工作；而第二个供体细胞接种密度为0.5-2.5x105/100mm，前后仅用8天时间即完成了筛选，得到95.6%经过编辑的细胞。通过PCR实验验证，在CR细胞培养技术下，该团队得到了大量MUC18 KO（5个不同基因删除和1个基因插入）的细胞群体，并且发现这些肿瘤细胞中77%的阅读框存在5个碱基的缺失，该团队认为这一现象说明双链断裂修复过程可能比较青睐于这种删除效应。研究人员用不同TLRs激活剂感染2D和ALI 3D培养的MUC18 kO细胞，来模拟细菌和病毒对肺部造成感染，该研究团队发现了病原体感染后MUC18基因在呼吸道上皮细胞中的促炎作用。
≥95.0%    规格:        *：    Farrerol    杜鹃素    
≥98%    规格:        *：    Tiliroside    椴树苷    
≥98%    规格:        *：    Ethyl p-hydroxybenzoate    对羟基苯甲酸乙酯    
≥98%    规格:        *：    P-Coumaric acid    对香豆酸    
≥97%    规格:        *：    tuberostemonine    对叶百部碱    
≥98%    规格:        *：    Docetaxel    多烯紫杉醇    
≥98%    规格:        *：    Curdione    莪二酮/莪术二酮
 肿瘤细胞